Guide de poche des dendro-microhabitats : Description des différents types de microhabitats liés aux arbres et des principales espèces qui y sont associées

Le feuillage des arbres est bien connu pour offrir un abri aux oiseaux, écureuils et autres espèces aisément observables. Mais les arbres recèlent, sur le tronc et les branches, une foule d’autres structures, de taille souvent modeste, qui fournissent abri, nourriture ou lieu de reproduction à une grande diversité d’espèces parmi les animaux, les végétaux ou les champignons. Ces milieux de vie de petite taille portés par les arbres sont appelés «dendro-microhabitats» (fig. 1). Les dendro-microhabitats(en abrégé: «dmh») présentent, selon leur nature (arbre support vivant ou mort, localisation dans l’arbre, forme, degré de décomposition du bois,...), des conditions de vie très différentes les unes des autres. Chaque type de dmh abrite par conséquent des espèces bien spécifiques. Plus on compte de types de dmh dans un peuplement, plus on multiplie les milieux de vie et donc la capacité du peuplement à accueillir un grand nombre d’espèces. Comme les dmh sont des milieux de vie spatialement isolés et évolutifs, les espèces associées sont obligées de se déplacer à travers le peuplement pour trouver un dmh similaire, afin de réduire le parasitisme et le risque de prédation, de rencontrer d’autres individus pour se reproduire ou, bien sûr, pour remplacer le dmh disparu. Ainsi, la fréquence d’un même type de dmh est également très importante pour la survie des espèces associées à ce type. Pour conserver une grande diversité d’espèces en forêt et ainsi renforcer la résistance et la résilience du peuplement, il est donc très utile d’apprendre à reconnaître les dmh. Cela permet d’être à même de repérer les arbres-habitats à conserver lors du martelage ou d’estimer la capacité d’accueil potentielle du peuplement pour les espèces

No Evidence for Immune Priming in Ants Exposed to a Fungal Pathogen

There is accumulating evidence that invertebrates can acquire long-term protection against pathogens through immune priming. However, the range of pathogens eliciting immune priming and the specificity of the response remain unclear. Here, we tested if the exposure to a natural fungal pathogen elicited immune priming in ants. We found no evidence for immune priming in Formica selysi workers exposed to Beauveria bassiana. The initial exposure of ants to the fungus did not alter their resistance in a subsequent challenge with the same fungus. There was no sign of priming when using homologous and heterologous combinations of fungal strains for exposure and subsequent challenges at two time intervals. Hence, within the range of conditions tested, the immune response of this social insect to the fungal pathogen appears to lack memory and strain-specificity. These results show that immune priming is not ubiquitous across pathogens, hosts and conditions, possibly because of immune evasion by the pathogen or efficient social defences by the host

Flexible colony-founding strategies in a socially polymorphic ant

International audienc

Parametric survival analysis of the effect of fungal priming in ants.

<p>The ants were initially exposed to control buffer, low dose of <i>B. bassiana</i> strain S2 or low dose of <i>B. bassiana</i> strain S3 (factor: “priming") and subsequently challenged with high dose of either <i>B. bassiana</i> strain S2 or strain S3 (factor: “challenge"). The summary table of the model gives information on the effect of each combination of initial exposure (C = control, S2 = strain 2 or S3 = strain 3) and subsequent fungal challenge (S2 = strain 2 or S3 = strain 3). For example, the comparison “C-S2 vs S2-S2" examines whether the ants that were initially exposed to control buffer or to a low dose of strain S2 differed significantly in their survival when challenged with a high dose of strain S2.</p

Test of immune priming in the ant <i>F. selysi</i> exposed to the fungal entomopathogen <i>B. bassiana</i>.

<p>Individual ants were challenged with a high dose of <i>B. bassiana</i> strain S2 (open symbols) or strain S3 (closed symbols) after having been initially exposed to control buffer (no priming, squares), low dose of the same strain of <i>B. bassiana</i> (homologous priming, circles), or low dose of the other strain (heterologous priming, triangles). In additional controls, the ants were exposed and “mock-challenged" with control buffer only (crosses and dashed lines). The ants were challenged either eight days (panel A, early fungal challenge) or 16 days (panel B, late fungal challenge) after the beginning of the six-day long period of primary exposure. Different letters indicate treatments that differed significantly from one another.</p